مقایسه تولید رنگدانه کاروتنوئیدی توسط ‌جدایه‌های پروکاریوتی اکوسیستم‌های شور ‌ایران و شناسایی جدایه برتر

نویسندگان

1 گروه علوم خاک، دانشکده مهندسی و فناوری کشاورزی، دانشگاه تهران، تهران، ‌ایران

2 گروه میکروبیولوژی، دانشکده زیست‌شناسی و قطب تبارزایی موجودات زنده، ‌دانشگاه تهران، تهران، ایران ‌

3 گروه میکروبیولوژی، دانشکده زیست‌شناسی و قطب تبارزایی موجودات زنده، ‌دانشگاه تهران، تهران، ایران

4 بانک میکروارگانیزم‌ها، مرکز ملی ذخایر ژنتیکی و زیستی ایران، جهاد دانشگاهی، ‌تهران، ایران

چکیده
اهداف: کاروتنوئیدها گروه وسیعی از رنگدانه‌های محلول در چربی هستند و به‌وسیله انواعی از میکروارگانیزم‌ها تولید می‌شوند. هدف مطالعه حاضر، مقایسه تولید رنگدانه کاروتنوئیدی توسط جدایه‌های پروکاریوتی اکوسیستم‌های شور ایران و شناسایی جدایه برتر بود.

مواد و روش‌ها: در مطالعه تجربی حاضر جدایه‌ها با روش‌های مبتنی بر کشت، خالص‌سازی و عصاره کاروتنوئیدی با روش اسپکتروفتومتری در طول موج‌های ۴۰۰ تا ۶۰۰نانومتر آنالیز شدند. میزان کل کاروتنوئید در طول موج ۴۹۰نانومتر به‌دست آمد و در نهایت با روش خالص‌سازی باند‌ها به‌وسیله کروماتوگرافی لایه نازک و آنالیز با کروماتوگرافی مایع با عملکرد بالا و طیف‌سنج مادون قرمز تبدیل فوریه باند‌های مورد نظر تعیین هویت شدند.

یافته‌ها: از اکوسیستم‌های بررسی‌شده، تعداد ۴۳ جدایه به‌دست آمد. ۸ جدایه تحمل‌کننده نمک، ۸ جدایه نمک‌دوست نسبی و ۲۷ جدایه نمک‌دوست اجباری بودند. همه سویه‌ها ترکیبات کاروتنوئیدی تولید کردند. جدایه M۲۴ با تولید ۲۰/۵۴۰۵میکروگرم بر گرم به‌عنوان جدایه برتر اتخاب شد. ۶ باند در عصاره رنگی این سویه مشاهده و غلیظ‌ترین باند خالص‌سازی شد. طیف‌سنجی با اسپکتروفتومتر مرئی در نور فرابنفش جذب ۴۹۵نانومتری با دو شانه در ۵۳۰ و ۴۶۵نانومتر را به‌عنوان حداکثر جذب نشان داد که مشابه طیف مرئی در نور فرابنفش حاصل از آلفا-باکتریوروبرین بود. جدایه M۲۴، ۹۸% با سویه هالوآرکولا آمیلولیتیکا BD-۳ قرابت فیلوژنی داشت.

نتیجه‌گیری: از اکوسیستم‌های بررسی‌شده، تعداد ۴۳ جدایه به‌دست آمد. ۸ جدایه تحمل‌کننده نمک، ۸ جدایه نمک‌دوست نسبی و ۲۷ جدایه نمک‌دوست اجباری هستند. همه سویه‌ها قادرند ترکیبات کاروتنوئیدی تولید کنند. جدایه M۲۴ جدایه برتر است، که ۹۸% با سویه هالوآرکولا آمیلولیتیکا BD-۳ قرابت فیلوژنی دارد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Asker D, Beppu T, Ueda K. Unique diversity of carotenoid-producing bacteria isolated from Misasa, a ‎radioactive site in Japan. Appl Microbiol Biotechnol. 2007;77(2):383-92.‎ [Link] [DOI:10.1007/s00253-007-1157-8]
Britton G, Liaaen-Jensen S, Pfander H, editors. Carotenoids volume 5: Nutrition and health. Berlin: ‎Springer Science & Business Media; 2009. ‎ [Link]
Asker D, Ohta Y. Production of canthaxanthin by extremely halophilic bacteria. J Biosci Bioeng. ‎‎1999;88(6):617-21.‎ [Link] [DOI:10.1016/S1389-1723(00)87089-9]
Jagannadham MV, Chattopadhyay MK, Subbalakshmi C, Vairamani M, Narayanan K, Rao CM, et al. ‎Carotenoids of an antarctic psychrotolerant bacterium, Sphingobacterium antarcticus, and a mesophilic ‎bacterium, Sphingobacterium multivorum. Arch Microbiol. 2000;173(5-6):418-24.‎ [Link]
Dufossé L. Microbial production of food grade pigments. Food Technol Biotechnol. 2006;44(3):313-23.‎ [Link]
Bhosale P, Bernstein PS. Microbial xanthophylls. Appl Microbiol Biotechnol. 2005;68(4):445-55.‎ [Link] [DOI:10.1007/s00253-005-0032-8]
Dussault HP. An improved technique for staining red halophilic bacteria. J bacteriol. 1955;70(4):484-5.‎ [Link]
Chen YG, Cui XL, Li WJ, Xu LH, Wen ML, Peng Q, et al. Salinicoccus salitudinis sp. nov., a new moderately ‎halophilic bacterium isolated from a saline soil sample. Extremophiles. 2008;12(2):197-203.‎ [Link]
Oren A, Rodríguez-Valera F. The contribution of halophilic Bacteria to the red coloration of saltern ‎crystallizer ponds. Microbiol Ecol. 2001;36(2-3):123-30.‎
https://doi.org/10.1016/S0168-6496(01)00124-6 [Link] [DOI:10.1111/j.1574-6941.2001.tb00832.x]
Weber RWS, Anke H, Davoli P. Simple method for the extraction and reversed-phase high-performance ‎liquid chromatographic analysis of carotenoid pigments from red yeasts (Basidiomycota, Fungi). J ‎Chromatogr A. 2007;1145(1-2):118-22.‎ [Link]
Rodriguez-Amaya DB. HarvestPlus handbook for carotenoid analysis. Washington, DC: International Food ‎Policy Research Institute; 2004.‎ [Link]
Kerkar S. Ecology of hypersaline microorganisms. In: Marine microbiology. National Institute of ‎Oceanography Panaji; 2004. pp. 37-47.‎ [Link]
Oren A. Diversity of halophilic microorganisms: Environments, phylogeny, physiology, and applications. J ‎Ind Microbiol Biotechnol. 2002;28(1):56-63.‎ [Link]
Rodriguez-Valera F, Ruiz-Berraquero F, Ramos-Cormenzana A. Isolation of extreme halophiles from ‎seawater. Appl Environ Microbiol. 1979;38(1):164-5.‎ [Link]
Asker D, Ohta Y. Production of canthaxanthin by Haloferax alexandrinus under non-aseptic conditions ‎and a simple, rapid method for its extraction. Appl Microbiol Biotechnol. 2002;58(6):743-50.‎ [Link] [DOI:10.1007/s00253-002-0967-y]
Birbir M, Sesal C. Extremely halophilic bacterial communities in Şereflikoçhisar Salt Lake in Turkey. Turk J ‎Biol. 2003;27:7-22.‎ [Link]
Ozcan B, Cokmus C, Coleri A, Caliskan M. Characterization of extremely halophilic archaea isolated from ‎saline environment in different parts of Turkey. Microbiology. 2006;75(6):739-46. [Russian]‎ [Link] [DOI:10.1134/S002626170606018X]
Köcher S, Breitenbach J, Müller V, Sandmann G. Structure, function and biosynthesis of carotenoids in ‎the moderately halophilic bacterium Halobacillus halophilus. Arch Microbiol. 2009;191(2):95-104.‎ [Link] [DOI:10.1007/s00203-008-0431-1]
Duc, LH, Fraser PD, Tam NK, Cutting SM. Carotenoids present in halotolerant Bacillus spore formers. ‎FEMS Microbiol Lett. 2006;255(2):215-24.‎ [Link] [DOI:10.1111/j.1574-6968.2005.00091.x]
Yatsunami R, Ando A, Yang Y, Takaichi Sh, Kohno M, Matsumura Y, et al. Identification of carotenoids ‎from the extremely halophilic archaeon Haloarcula japonica. Front Microbiol. 2014;5:100.‎ [Link]
Sui L, Liu L, Deng Y. Characterization of halophilic C50 carotenoid-producing archaea isolated from solar ‎saltworks in Bohai Bay, China. Chin J Oceanol Limnol. 2014;32(6):1280-7.‎ [Link] [DOI:10.1007/s00343-015-4033-x]