تاثیر جایگزینی اسیدآمینه آرژینین 39 با لیزین روی واسرشتگی گرمایی فتوپروتئین نمیوپسین 1

نویسندگان

1 گروه بیوفیزیک، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران

2 گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه زنجان، زنجان

3 گروه بیوشیمی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران

4 گروه بیوفیزیک، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران

چکیده
اهداف: مطالعات مبتنی بر پایداری گرمایی به‌عنوان یکی از روش‌های بررسی خواص فیزیکوشیمیایی پروتئین‌ها در زیست‌فناوری مطرح هستند. هدف تحقیق حاضر بررسی اثر جایگزینی اسیدآمینه آرژینین (Arg) شماره ۳۹ با لیزین (Lys) روی واسرشتگی گرمایی فتوپروتئین نمیوپسین بود.

مواد و روش‌ها: در تحقیق تجربی حاضر، جهش‌یافته R۳۹K با پروتئین وحشی مقایسه شد (در آن اسیدآمینه آرژینین ۳۹ به اسیدآمینه‌ لیزین تبدیل شده است). برای بررسی اثر جهش روی محتوای ساختار دوم، تکنیک دورنگ‌نمایی دورانی به کار رفت. به‌منظور بررسی تغییرات احتمالی در میزان پایداری حرارتی پروتئین جهش‌یافته و وحشی، اندازه‌گیری‌های واسرشتگی دمایی توسط دستگاه کالری‌متری روبشی تفاضلی صورت گرفت. از نرم‌افزارهای بیوانفورماتیک برای مقایسه ساختاری دو نوع پروتئین استفاده شد.

یافته‌ها: فشردگی جهش‌یافته‌ R۳۹K نسبت به پروتئین وحشی کاهش یافت. تغییر قابل ملاحظه‌ای در مقادیر پارامترهای ترمودینامیک به‌ویژه Tm مشاهده نشد. بالاتربودن جنبش‌های مولکولی اسیدآمینه‌ آرژینین شماره ۱۸۷ در پروتئین جهش‌یافته نسبت به پروتئین وحشی پایداری این پروتئین را کاهش داد. افزایش سطح در دسترس لیزین شماره ۱۸۸ در پروتئین جهش‌یافته موجب افزایش پایداری آن شد.

نتیجه‌گیری: در پایداری حرارتی پروتئین جهش‌یافته R۳۹K عوامل مختلفی شامل جنبش‌های مولکولی اسیدآمینه‌ها، سطح در دسترس آنها و محتوای ساختارهای دوم پایدارکننده پروتئین تاثیرگذار هستند. این جهش فشردگی جهش‌یافته‌ R۳۹K را نسبت به پروتئین وحشی کاهش می‌دهد، افزایش ASA مربوط به اسیدآمینه Lys۱۸۸ در جهش‌یافته R۳۹K نسبت به پروتئین وحشی موجب افزایش پایداری پروتئین می‌شود ولی کاهش میزان ساختار دوم در این جهش‌یافته همراه با بالاتربودن جنبش‌های مولکولی در اسیدآمینه Arg۱۸۷ در جهت کاهش پایداری این جهش‌یافته عمل می‌کند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Kumar S, Tsai CJ, Nussinov R. Factors enhancing protein thermostability. Protein Eng. 2000;13(3):179-91. [Link] [DOI:10.1093/protein/13.3.179]
Talluri S. Advances in engineering of proteins for thermal stability. Int J Adv Biotechnol Res. 2011;2(1):190-200. [Link]
Gill P, Tohidi Moghadam T, Ranjbar B. Differential scanning calorimetry techniques: Applications in biology and nanoscience. J Biomol Tech. 2010; 21(4):167-93. [Link]
Graziano G, Catanzano F, Giancola C, Barone G. DSC Study of the thermal stability of S-protein and S-peptide/S-protein complexes. Biochemistry. 1996;35(41):13386-92. [Link] [DOI:10.1021/bi960856+]
Protasevich I, Ranjbar B, Lobachov V, Makarov A, Gilli R, Briand C, et al. Conformation and thermal denaturation of apocalmodulin: Role of electrostatic mutations. Biochemistry. 1997;36(8)2017-24. [Link] [DOI:10.1021/bi962538g]
Tsuji FI, Ohmiya Y, Fagan TF, Toh H, Inouye S. Molecular evolution of the Ca2+-binding photoproteins of the Hydrozoa. Photochem Photobiol. 1995;62(4):657-61. [Link] [DOI:10.1111/j.1751-1097.1995.tb08713.x]
Aghamaali MR1, Jafarian V, Sariri R, Molakarimi M, Rasti B, Taghdir M, et al. Cloning, sequencing, expression and structural investigation of mnemiopsin from Mnemiopsis leidyi: An attempt toward understanding ca2+-regulated photoproteins. Protein J. 2011;30(8):566-74. [Link] [DOI:10.1007/s10930-011-9363-8]
Moncrief ND, Kretsinger RH, Goodman M. Evolution of EF-hand calcium-modulated proteins: I. relationships based on amino acid sequences. J Mol Evol. 1990;30(6):522-62. [Link] [DOI:10.1007/BF02101108]
Gonzalez JE, Tsien RY. Improved indicators of cell membrane potential that use fluorescence resonance energy transfer. Chem Biol. 1997;4(4):269-77. [Link] [DOI:10.1016/S1074-5521(97)90070-3]
Blinks JR. Use of photoproteins as intracellular calcium indicators. Environ Health Perspect. 1990;84:75-81. [Link] [DOI:10.1289/ehp.908475]
Lewis CJ, Daunert S. Photoproteins as luminescent labels in binding assays. Fresenius J Anal Chem. 2000;366(6-7):760-8. [Link] [DOI:10.1007/s002160051570]
Stepanyuk GA, Liu ZJ, Burakova LP, Lee J, Rose J, Vysotski ES, et al. Spatial structure of the novel light-sensitive photoprotein berovin from the ctenophore Beroe abyssicola in the Ca2+-loaded apoprotein conformation state. Biochim Biophys Acta. 2013;1834(10)2139-46. [Link] [DOI:10.1016/j.bbapap.2013.07.006]
Ward WW, Seliger HH. Properties of mnemiopsin and berovin, calcium-activated photoproteins from the Ctenophores Mnemiopsis species and Beroe ovata. Biochemistry. 1974;13(7):1500-10. [Link] [DOI:10.1021/bi00704a028]
Ward WW, Seliger HH. Extraction and purification of calcium-activated photoproteins from the ctenophores Mnemiopsis species and Beroe ovata. Biochemistry. 1974;13(7):1491-9. [Link] [DOI:10.1021/bi00704a027]
Takenaka Y, Yamaguchi A, Tsuruoka N, Torimura M, Gojobori T, Shigeri Y. Evolution of bioluminescence in marine planktonic copepods. Mol Biol Evol. 2006;29(6):1669-81. [Link] [DOI:10.1093/molbev/mss009]
Liu ZJ, Stepanyuk GA, Vysotski ES, Lee J, Markova SV, Malikova NP, et al. Crystal structure of obelin after Ca2+-triggered bioluminescence suggests neutral coelenteramide as the primary excited state. Proc Natl Acad Sci USA. 2006;103(8);2570-5. [Link] [DOI:10.1073/pnas.0511142103]
Deng L, Vysotski ES, Markova SV, Liu ZJ, Lee J, Rose, et al. All three Ca2+-binding loops of photoproteins bind calcium ions: The crystal structures of calcium-loaded apo-aequorin and apo-obeli. Protein Sci. 2005;14(2):663-75. [Link] [DOI:10.1110/ps.041142905]
Head JF, Inouye S, Teranishi K, Shimomura O. The crystal structure of the photoprotein aequorin at 2.3 A resolution. Nature. 2000;405(6784):372-76. [Link] [DOI:10.1038/35012659]
Dikici E, Qu X, Rowe L, Millner L, Logue C, Deo SK, et al. Aequorin variants with improved bioluminescence properties. Protein Eng Des Sel. 2009;22(4):243-8. [Link] [DOI:10.1093/protein/gzn083]
Mahdavi A, Sajedi RH, Hosseinkhani S, Taghdir M, Sariri R. Site-directed mutagenesis of photoprotein mnemiopsin: Implication of some conserved residues in bioluminescence properties. Photochem Photobiol Sci. 2013;12(3):467-78. [Link] [DOI:10.1039/C2PP25320H]
Jafarian V, Sariri R, Hosseinkhani S, Aghamaali MR, Sajedi RH, Taghdir M, et al. A unique EF-hand motif in mnemiopsin photoprotein from Mnemiopsis leidyi: Implication for its low calcium sensitivity. Biochem Biophys Res Commun. 2011;413(2):164-70. [Link] [DOI:10.1016/j.bbrc.2011.08.022]
Mahdavi A, Sajedi RH, Hosseinkhani S, Taghdir M. Hyperactive Arg39Lys mutated mnemiopsin: Implication of positively charged residue in chromophore binding cavity. Photochem Photobiol Sci. 2015;14(4):792-800. [Link] [DOI:10.1039/C4PP00191E]
Ranjbar B, Gill P. Circular dichroism techniques: Biomolecular and nanostructural analyses- a review. Chem Biol Drug Des. 2009;74(2):101-20. [Link] [DOI:10.1111/j.1747-0285.2009.00847.x]
Wang W, Malcolm BA. Two-stage PCR protocol allowing introduction of multiple mutations, deletions and insertions using QuikChange Site-Directed Mutagenesis. Biotechniques. 1999;26(4):680-2. [Link] [DOI:10.2144/99264st03]
Chen YH, Yang JT, Martinez HM. Determination of the secondary structures of proteins by circular dichroism and optical rotatory dispersion. Biochemistry. 1972;11(22):4120-31. [Link] [DOI:10.1021/bi00772a015]
Maghami P, Ranjbar B, Hosseinkhani S, Ghasemi A, Moradi A, Gill P. Relationship between stability and bioluminescence color of firefly luciferase. Photochem Photobiol Sci. 2010;9(3):376-83. [Link] [DOI:10.1039/b9pp00161a]
Hakiminia F, Rnjbar B, Khalifeh Kh, Khajeh Kh. Kinetic and thermodynamic properties of Pseudomonas fluorescence lipase upon addition of proline. Int J Biolo Macromol. 2013;55:123-6. [Link] [DOI:10.1016/j.ijbiomac.2012.12.046]
Freire E, Biltonen RL. Statistical mechanical deconvolution of thermal transitions in macromolecules. I. Theory and application to homogeneous systems. biopolymers. 1978;17(2):463-79. [Link] [DOI:10.1002/bip.1978.360170212]
Protein Structure Modeling With MODELLER. Current protocols in bioinformatics. John Wiley& Sons Inc; 2006. 15:5.6.1-5.6.30. [Link]
Smith CA, Kortemme T. Backrub-like Backbone simulation recapitulates natural protein conformational variability and improves mutant side-chain prediction. J Mol Biol. 2008;380(4):742-56. [Link] [DOI:10.1016/j.jmb.2008.05.023]
Tina KG, Bhadra R, Srinivasan N. PIC: Protein interactions calculator. Nucleic Acids Res. 2007;35:473-6. [Link] [DOI:10.1093/nar/gkm423]
Willard L, Ranjan A, Zhang H, Monzavi H, Boyko RF, Sykes BD, et al. VADAR: A web server for quantitative evaluation of protein structure quality. Nucleic Acids Res. 2003;31(13):3316-9. [Link] [DOI:10.1093/nar/gkg565]
Bornot A, Etchebest C, De Brevern AG. Predicting protein flexibility through the prediction of local structures. Proteins. 2011;79(3):839-52. [Link] [DOI:10.1002/prot.22922]
De Brevern AG, Bornot A, Craveur P, Etchebest C, Gelly JC. PredyFlexy: flexibility and local structure prediction from sequenc. 2012;40: 317-22. [Link]
Serdyuk IN, Zaccai NR, Zaccai J. Methods in molecular biophysics: Structure, dynamics, function. Cambridge: Cambridge University Press; 2007. [Link] [DOI:10.1017/CBO9780511811166]
Kyte J, Doolittle RF. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J Mol Biol. 157(1):105-32. [Link] [DOI:10.1016/0022-2836(82)90515-0]