اثر فاکتور‌های رشد بر ریزازدیادی مستقیم عروسک پشت پرده (فیسالیس آلککنگی؛ تیره سیب‌زمینی) از ریزنمونه‌های جوانه و ساقه تا انتقال به گلخانه و فاز گلدهی

نویسندگان

گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران

چکیده
عروسک پشت پرده (فیسالیس آلککنگی؛ Physalis alkekengi L) با کاسبرگ‌های زیبا و رنگی اطراف میوه در فضاهای سبز کشت می‌شود. همچنین در طب سنتی و درمان طیف وسیعی از بیماری‌ها، به کار می‌رود. باززایی و ریزازدیادی آن از ریزنمونه‌های گره و میان‌گره با غلظت‌های مختلف تنظیم‌کننده‌های رشد در کشت در شیشه انجام شد. پس از بهینه‌سازی شرایط ضدعفونی و جوانه‌زنی بذر، دانه‌رست‌های سترون به محیط کشت ‌MS پایه به‌منظور ایجاد گیاه‌چه‌های سترون به‌‎عنوان منبع ریزنمونه منتقل شدند. ریزازدیادی ریزنمونه‌ها، در ۱۰ محیط کشت با سطوح مختلف تنظیم‌کننده‌های رشد ۲ و ۴ دی‌کلروفنوکسی استیک‌اسید و ۶ بنزیل‌امینوپورین و همچنین محیط MS بدون هورمون (کنترل) در قالب طرح کاملاً تصادفی بررسی شد. ریزنمونه‌های میان‌گره در

محیط‌های کشت ۲
(mgl۲, ۴-D۲/۰)،

۳ (mgl۲, ۴-D۲/۰+mglBAP۲/۰)

و ۴ (mgl۲, ۴-D۵/۰+mglBAP۲/۰)

شاخساره و سپس روی همین محیط‌ها ریشه‌دار شدند. ریزنمونه‌ها‌ی گره در شاهد و همه‌ تیمار‌های هورمونی شاخساره تولید کردند که به‌طور جالب توجه، شاخسارهای تولیدشده از ریزنمونه گره در شاهد، پس از ۷ روز، روی همان محیط ریشه‌دار شدند (۷۰%). سایر شاخسارهای حاصل از گره در محیط ریشه‌زایی
MS۲/۱+mglBAP۱ ریشه‌دار شدند. نهال‌های ریشه‌دارشده با موفقیت ۱۰۰% در محیط‌های حاوی پرلیت و خاک سازگار و سپس در گلخانه رشد و ایجاد گل نمودند. مطالعه حاضر قابلیت باززایی بالای گیاه عروسک‌ پشت‌ پرده را به‌عنوان یک گیاه زینتی مهم در شرایط کشت در شیشه نشان می‌دهد. با توجه به کشت در شیشه آسان آن، می‌توان در مطالعات مولکولی و ژنتیکی، تولید گیاهان یکسان و تولید مواد دارویی از این گیاه استفاده کرد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Get persistent links for your reference list or bibliography.
Copy and paste the list, we’ll match with our metadata and return the links.
Members may also deposit reference lists here too.
1- Mohager E. New pharmaceutical plant in the North East of Mandragora turcomanica Mizg. J Phytopathol Promot. 2007;1(1):37-41. [Persian] [Link]
Bergier K, Kuźniak E, Skłodowska M. Antioxidant potential of Agrobacterium-transformed and non-transformed Physalis ixocarpa plants grown in vitro and ex vitro. Postepy Hig Med Dosw (online). 2012;66:976-82. [Link] [DOI:10.5604/17322693.1023086]
Estakhr J, Javdan N. Preliminary study of phytochemical screening and antibacterial activity of Physalis alkekengi against Staphylococcus aureus. Pharmacol online. 2011;3:97-103. [Link]
Ahmad W, Khan NA, Ahmad G, Ahmad S. Physico-chemical standardization of seeds of Kaknaj (Physalis alkekengi Linn.). Hamdard Med. 2010;53(3):77-82. [Link]
Sharma N, Bano A, Dhaliwal HS, Sharma V. Perspectives and possibilities of Indian species of genus Physalis (L.)- A comprehensive Review. Europ J Pharm Medi Res. 2015;2(2):326-53. [Link]
Nasimi M, Heidari Nasrabadi M, Shiravi A. Physalis alkekengi alcoholic fruit extract on the growth of the placenta in pregnant Wistar rats. J Anim Biol. 2009;1(2):51-60. [Persian] [Link]
Zarei A, Shariati M, Shekarforoosh S, Changizi Ashtiyani S, Rasekh F. The effect of Physalis alkekengi extract on the physiologic function of organ tissues: a mini-review. J Arak Univ Med Sci. 2012;15(7):94-104. [Persian] [Link]
Sunayama R, Kuroyanagi M, Umehara K, Ueno A. Physalin and neophysalin from Physalis alkekengi var. francheti and their differentiation inducing activity. Phytochemistry. 1993;34(2):529-33. [Link] [DOI:10.1016/0031-9422(93)80040-Y]
Ramar K, Ayyadurai V, Arulprakash T. In vitro shoot multiplication and plant regeneration of Physalis peruviana L. an important medicinal plant. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 2014;3(3):456-64. [Link]
Rahula P, Raj VD, Glint K. In vitro plant regeneration in Capsicum chinense Jacq. J Appl Biol Biotechnol. 2015;3(1):030-3. [Link]
Jualang-Azlan GI, Marziah M. Production of anti-cancer compound, Physalin B from callus culture of Physalis minima (Linn.). J Adv Res Des. 2015;6(1):21-36. [Link]
Purushotam PM, Thottukara-madama A, Duraisamy P, Senthil K. In vitro prppagation and enhancement of phytoconstituent in Withania cougulans, a rare medicinal plant. Bull Environ Pharmacol Life Sci. 2015;4(7):122-31. [Link]
Rostami R, Abrishamchi P, lahouti M. The effect different concentrations of 2,4-D on meristem tissue culture of potato (Solanum tuberusum L.). J Sci Shahid Chamran Univ Ahvaz. 2009;1(22):117-22. [Persian] [Link]
Shekhawat MS, Kannan N, Manokari M, Ravindran CP. In vitro regeneration of shoots and ex vitro rooting of an important medicinal plant Passiflora foetida L. through nodal segment cultures. J Genet Eng Biotechnol. 2015;13(2):209-14. [Link] [DOI:10.1016/j.jgeb.2015.08.002]
Bhosale UP, Dubhashi SV, Mali NS, Rathod HP. In vitro shoot multiplication in different species of banana. Asian J Plant Sci Res. 2011;1:23-7. [Link]
Padmapriya H, Karthikeyan AVP, Jahir Hussain G, Karthi C, Velayutham P. An efficient protocol for in vitro propagation of Solanum nigrum L. from nodal explants. J Agric Technol. 2011;7(4):1063-73. [Link]
Nayak S, Kumar S, Satapathy K, Moharana A, Behera B, Barik D, Acharya L, Mohapatra P, Jena P, Naik S. In vitro plant regeneration from cotyledonary nodes of Withania somnifera (L.) Dunal and assessment of clonal fidelity using RAPD and ISSR markers. Acta Physiol Plant. 2013;35(1):195-203. [Link] [DOI:10.1007/s11738-012-1063-2]
Fadel D, Kintzios S, Economou SA, Moschopoulou G, Constantinidou HA. Effect of different strength of medium on organogenesis, phenolic accumulation and antioxidant activity of spearmint (Mentha spicata L.) Open Hortic J. 2010;3(1):31-5. [Link] [DOI:10.2174/1874840601003010031]