کمی سازی توزیع مولکول‌های فام ساز نزدیک به سطح در تصویربرداری با میکروسکوپ فلورسانسِ بازتاب-داخلی-کلی

نوع مقاله : پژوهشی اصیل

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری دانشگاه الزهرا

2 دانشجوی دکتری دانشگاه تربیت مدرس

3 دانشجوی پست دکتری دانشگاه ادینبورگ

4 هیات علمی دانشگاه صنعتی مالک اشتر

5 هیات علمی دانشگاه تربیت مدرس

6 هیات علمی دانشگاه الزهرا

چکیده
میکروسکوپِ فلورسانسِ بازتاب-داخلی-کلی ابزاری کارا، برای مشاهده و ثبت پدیده­های رخ داده در فاصله­ای کمتر از صد نانومتر است. از این ویژگی منحصر بفرد میکروسکوپ، برای بررسی "کیفی" اسکلت سلولی، در نزدیکی سطح زیرینِ سلول استفاده می­شود. در این مقاله، توزیع اکتین­ها در فاصله­ی کمتر از صد نانومتری از سطحِ تماسِ سلول با بستر زیرین، با استفاده از میکروسکوپِ فلورسانسِ بازتاب-داخلی-کلی برپایه ی منشور، تصویربرداری شده است. کمی­سازی اکتین­های اسکلت سلولی برای بررسی خزیدن سلول‌ها از لحظه اتصال اولیه به بستر زیرین تا آغاز حرکت از اهمیت بالایی برخوردار است؛ بدین­جهت در این مقاله، با استفاده از محاسبه توزیع سطحی-حجمی مولکول­های فام­ساز، روشی برای "کمی­سازی" توزیع مولکول­های فام­ساز در نزدیکیِ سطح زیرین سلول، ارایه شده است. این روش جدید، امکان مطالعه خزیدن سلول براساس تصویربرداری لحظه­ای از سطح سلول را از طریق محاسبه توزیع موضعی مولکول­های فام­ساز در آن ناحیه فراهم می­کند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


[1] E. T. Spiliotis, E. P. Karasmanis, and L. Dolat, Fluorescence microscopy of actin- and microtubule-associated septins in mammalian cells, vol. 136. Elsevier Ltd, 2016.
[2] B. A. Smith, J. Gelles, and B. L. Goode, Single-molecule studies of actin assembly and disassembly factors, 1st ed., vol. 540. Elsevier Inc., 2014.
[3] P. T. Yam et al., “Actin-myosin network reorganization breaks symmetry at the cell rear to spontaneously initiate polarized cell motility,” J. Cell Biol., vol. 178, no. 7, pp. 1207–1221, 2007.
[4] J. Weichsel, E. Urban, J. V. Small, and U. S. Schwarz, “Reconstructing the orientation distribution of actin filaments in the lamellipodium of migrating keratocytes from electron microscopy tomography data,” Cytom. Part A, vol. 81 A, no. 6, pp. 496–507, 2012.
[5] S. Basu, C. Liu, and G. K. Rohde, “Localizing and extracting filament distributions from microscopy images,” J. Microsc., vol. 258, no. 1, pp. 13–23, 2015.
[6] Hohmann and Dehghani, “The Cytoskeleton—A Complex Interacting Meshwork,” Cells, vol. 8, no. 4, p. 362, 2019.
[7] M. Melak, M. Plessner, and R. Grosse, “Actin visualization at a glance,” J. Cell Sci., vol. 130, no. 3, pp. 525–530, 2017.
[8] S. Na, Z. Sun, G. A. Meininger, and J. D. Humphrey, “On atomic force microscopy and the constitutive behavior of living cells,” Biomech. Model. Mechanobiol., vol. 3, no. 2, pp. 75–84, Nov. 2004.
[9] M. Cardoso Dos Santos, R. Déturche, C. Vézy, and R. Jaffiol, “Topography of Cells Revealed by Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy,” Biophys. J., vol. 111, no. 6, pp. 1316–1327, 2016.
[10] H. Colin-York et al., “Cytoskeletal actin patterns shape mast cell activation,” Commun. Biol., vol. 2, no. 1, p. 93, Dec. 2019.
[11] S. D. Hansen, J. B. Zuchero, and R. D. Mullins, “Cytoplasmic Actin: Purification and Single Molecule Assembly Assays,” vol. 1046, A. S. Coutts, Ed. Totowa, NJ: Humana Press, 2013, pp. 145–170.
[12] M. C. Dos Santos, C. Vézy, and R. Jaffiol, “Nanoscale topography of cells and vesicles in adhesion revealed by quantitative Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy,” in European Microscopy Congress 2016: Proceedings, vol. 112, no. 483, Weinheim, Germany: Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, 2016, pp. 975–976.
[13] Y. Jiang and S. Huang, “Direct Visualization and Quantification of the Actin Nucleation and Elongation Events in vitro by TIRF Microscopy,” Bio-Protocol, vol. 7, no. 5, 2017.
[14] L. Marcotte and M. Tabrizian, “Sensing surfaces: Challenges in studying the cell adhesion process and the cell adhesion forces on biomaterials,” Itbm-Rbm, vol. 29, no. 2–3, pp. 77–88, 2008.
[15] I. Fujiwara, S. Takahashi, H. Tadakuma, T. Funatsu, and S. Ishiwata, “Microscopic analysis of polymerization dynamics with individual actin filaments,” Nat. Cell Biol., vol. 4, no. 9, pp. 666–673, 2002.
[16] I. Fujiwara, D. Vavylonis, and T. D. Pollard, “Polymerization kinetics of ADP- and ADP-Pi-actin determined by fluorescence microscopy,” Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., vol. 104, no. 21, pp. 8827–8832, 2007.
[17] J. R. Kuhn and T. D. Pollard, “Real-time measurements of actin filament polymerization by total internal reflection fluorescence microscopy,” Biophys. J., vol. 88, no. 2, pp. 1387–1402, 2005.
[18] J. B. Manneville, “Use of TIRF microscopy to visualize actin and microtubules in migrating cells,” Methods Enzymol., vol. 406, no. 2004, pp. 520–532, 2006.
[19] K. J. Amann and T. D. Pollard, “Direct real-time observation of actin filament branching mediated by Arp2/3 complex using total internal reflection fluorescence microscopy,” Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., vol. 98, no. 26, pp. 15009–15013, 2001.
[20] C. L. Asbury, “Data analysis for total internal reflection fluorescence microscopy,” Cold Spring Harb. Protoc., vol. 2016, no. 5, pp. 471–473, 2016.
[21] A. Elosegui-Artola et al., “Image analysis for the quantitative comparison of stress fibers and focal adhesions,” PLoS One, vol. 9, no. 9, 2014.
[22] Z. Zhang, S. Xia, and P. Kanchanawong, “An integrated enhancement and reconstruction strategy for the quantitative extraction of actin stress fibers from fluorescence micrographs,” BMC Bioinformatics, vol. 18, no. 1, pp. 1–14, 2017.
[23] Y. Liu, K. Mollaeian, and J. Ren, “An image recognition-based approach to actin cytoskeleton quantification,” Electron., vol. 7, no. 12, 2018.
[24] M. Schmid, M. Vetterli, and K. Wegener, “Polymer powders for laser-sintering: Powder production and performance qualification,” in AIP Conference Proceedings, 2019, vol. 2065, no. February, p. 020008.