کلون سازی فاکتور رشد اکتیوین A انسانی و بررسی تاثیر بیان همزمان چپرونهای سیتوپلاسمی با آن

نوع مقاله : پژوهشی اصیل

نویسندگان

1 گروه مهندسی علوم زیستی، دانشکده علوم و فنون نوین، دانشگاه تهران

2 گروه مهندسی علوم زیستی، دانشکده علوم و فنون نوین دانشگاه تهران

چکیده
اکتیوین A یکی از اعضای خانوادهی فاکتور رشد تغییردهندهی بتا (TGF-β) است که نقش مهمی در فرآیندهای فیزیولوژیکی متعدد همانند تمایز سلولی، ترمیم بافتی، رگ زایی، تمایز سلول های بنیادی، چسبندگی سلولی و آپوپتوز دارد. لذا با توجه به کاربردهای بالینی متعدد این پروتئین، تولید نوترکیب آن سودمند میباشد.از آنجاییکه اشرشیاکلی یکی از محبوب ترین میزبان ها برای تولید پروتئینهای نوترکیب است، در این تحقیق از بیان سیتوپلاسمی در این سویه به منظور تولید مقادیر بالایی از اکتیوین A استفاده گردید. بدین منظورابتدا cDNA ناحیهی بالغ ژن اکتیوین A تکثیر و در وکتور (+)pET28a کلون گردید. وکتور حاصل به سویههای (DE3)BL21، plysS(DE3)BL21 و Rosetta gami (DE3)BL21 انتقال داده شد. پس از القای پروموتر با استفاده از IPTG و بیان پروتئین، تولید اکتیوین A به وسیلهی روش های SDS-PAGE و وسترن بلات تایید شد. نتایج نشان داد که بیان اکتیوین A در سیتوپلاسم هر سه سویه یک رویکرد موثر برای دستیابی به میزان بالایی از پروتئین نوترکیب است اما در این بین، سویه (DE3)BL21 مقدار بیشتری پروتئین تولید کرده است. در مرحله ی بعد به منظور دست یابی به شکل محلول اکتیوین A از بیان همزمان چپرونهای سیتوپلاسمی TF، GroEL/ES و DnaK/J با وکتور (+)pET28a که حامل اکتیوینA بود استفاده شد. نتایج SDS-PAGE و وسترن بلات نشان داد که بیان همزمان اکتیوین A با استفاده از پلاسمید چپرونی pGro7 که دارای چپرون های GroEL و GroES میباشد، در سویهی(DE3)BL21 یک رویکرد مؤثر برای تولید پروتئین اکتیوین A محلول است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


1- Florio, P., Luisi, S., Marchetti, P., Lupi, R., Cobellis, L., Falaschi, C., Sugino, H., Navalesi, R., Genazzani, A.R., and Petraglia, F. (2000) Activin A stimulates insulin secretion in cultured human pancreatic islets. J. Endocrinol. Invest. 23, 231-234.
2- Mason, A.J., Farnworth, P.G., and Sullivan, J. (1996) Characterization and determination of the biological activities of noncleavable high molecular weight forms of inhibin A and activin A. J. Mol. Endocrinol. 10, 1055-1065.
3- Paulsson, K., Heidenblad, M., Strombeck, B., Staaf, J., Jonsson, G., Borg, A., Fioretos, T., and Johansson, B. (2006) High-resolution genome-wide array-based comparative genome hybridization reveals cryptic chromosome changes in AML and MDS cases with trisomy 8 as the sole cytogenetic aberration. J. Leuk. 20, 840-846.
4- Tanimoto, K., Yoshida, E., Mita, S., Nibu, Y., Murakami, K., and Fukamizu, A. (1996) Human activin βA gene Identification of novel 5′ exon, functional promoter, and enhancers. J. Biol. Chem. 271, 32760-32769.
5- Mason, A.J. (1994) Functional analysis of the cysteine residues of activin A. J. Mol. Endocrinol. 8, 325-332.
6- Phillips, D.J., de Kretser, D.M., and Hedger, M.P. (2009) Activin and related proteins in inflammation: not just interested bystanders. Cytokine. growth. Factor. Rev. 20, 153-164.
7- Pauklin, S., and Vallier, L. (2015) Activin/Nodal signalling in stem cells. J. Dev. 142, 607-619.
8- Sozzani, S., and Musso, T. (2011) The yin and yang of Activin A. Blood. 117, 5013-5015.
9- Papakonstantinou, T., Harris, S.J., Fredericks, D., Harrison, C., Wallace, E.M., and Hearn, M.T. (2009) Synthesis, purification and bioactivity of recombinant human activin A expressed in the yeast Pichia pastoris. Protein. Expr. Purif. 64: 131-138.
10- Hoffmann, A., Bukau, B., and Kramer, G. (2010) Structure and function of the molecular chaperone Trigger Factor. Biochim. Biophys. Acta. Mol. Cell. Res. 1803, 650-661.
11- Saibil, H. (2013) Chaperone machines for protein folding, unfolding and disaggregation. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 14, 630-642.
12- Bertelsen, E.B., Chang, L., Gestwicki, J.E., and Zuiderweg, E.R. (2009) Solution conformation of wild-type E. coli Hsp70 (DnaK) chaperone complexed with ADP and substrate. Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 8471-8476.
13- Hartl, F.U., and Hayer-Hartl, M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. J. Sci. 295, 1852-1858.
14- Sharma, S.K., De Los Rios, P., Christen, P., Lustig, A., and Goloubinoff, P. (2010) The kinetic parameters and energy cost of the Hsp70 chaperone as a polypeptide unfoldase. Nat. Chem. Biol. 6, p.914.
15- Green, M.R., and Sambrook, J. (2012) Working with synthetic oligonucleotide probes, Molecular cloning: a laboratory manual. 10.11–10.16.
16- Hajihassan, Z., Sohrabi, M., Rajabi Bazl, M., and Eftekhary, H.S. (2016) Expression of human nerve growth factor beta and bacterial protein disulfide isomerase (DsbA) as a fusion protein (DsbA:: hNGF) significantly enhances periplasmic production of hNGF beta in Escherichia coli. Rom. Biotech. Lett. 21, 11850-6.
17- Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227, 680-685.
18- Demaio, A. (1996) Protein blotting and immunoblotting using nitrocellulose membranes. Protein blotting. Oxford University Press, Oxford, PP 11-32.
19- Hajihassan, Z., Abdi, M., Roshani Yasaghi, E., and Rabbani-Chadegani, A. (2017) Optimization of recombinant beta-NGF purification using immobilized metal affinity chromatography. Minerva Biotecnol, 29, 126-132.
20- Chen, Y., Phillips, D.J., McMillan, J., Bedford, P., Goldstein, J., Wu, H., Hedger, M.P., and Smith, J.A. (2011) Pattern of activin A and follistatin release in a sheep model of cardiopulmonary bypass. Cytokine. 54, 154-160.
21- Huang, C.J., Lin, H., and Yang, X. (2012) Industrial production of recombinant therapeutics in Escherichia coli and its recent advancements. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 39, 383-399.
22- Cao, W., Li, H., Zhang, J., Li, D., Acheampong, D.O., Chen, Z., and Wang, M. (2013) Periplasmic expression optimization of VEGFR2 D3 adopting response surface methodology: Antiangiogenic activity study. Protein. Expr. Purif. 90, 55-66.
23- Papaneophytou, C.P., Rinotas, V., Douni, E., and Kontopidis, G. (2013) A statistical approach for optimization of RANKL overexpression in Escherichia coli: purification and characterization of the protein. Protein. Expr. Purif. 90, 9-19.
24- Baneyx, F. and Palumbo, J. L. (2003) Improving heterologous protein folding via molecular chaperone and foldase co-expression. E. coli Gene Expression Protocols, Springer, Humana Press, PP 171-197.
25- Yao, D., Fan, J., Han, R., Xiao, J., Li, Q., Xu, G., Dong, J., and Ni, Y. (2020) Enhancing soluble expression of sucrose phosphorylase in Escherichia coli by molecular chaperones. Protein. Expr. Purif. 169, 105571.
26- Fang, Y., Fu, X., Xie, W., Li, L., Liu, Z., Zhu, C., and Mou, H. (2019) Expression, purification and characterisation of chondroitinase AC II with glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase tag and chaperone (GroEs-GroEL) from Arthrobacter sp. CS01. Int. J. Biol. Macromol. 129, 471-476.
27- Summpunn, P., Jomrit, J., and Panbangred, W. (2018) Improvement of extracellular bacterial protein production in Pichia pastoris by co-expression of endoplasmic reticulum residing GroEL–GroES. J. Biosci. Bioeng. 125, 268-274.
28- Tong, Y., Feng, S., Xin, Y., Yang, H., Zhang, L., Wang, W., and Chen, W. (2016) Enhancement of soluble expression of codon-optimized Thermomicrobium roseum sarcosine oxidase in Escherichia coli via chaperone co-expression. J. Biotechnol. 218, 75-84.
29- Jia, Q., Fan, D., Ma, P., Ma, X., and Xue, W. (2014) The different roles of chaperone teams on over-expression of human-like collagen in recombinant Escherichia coli. J. Taiwan. Inst. Chem. Eng. 45, 2843-2850.